von Eva Wolf

siehe auch die Resistenztabellen

90-Tage-Literatur

Resistente Virusvarianten sind eine der Hauptursachen für das Versagen antiretroviraler Therapien. Bei Resistenzen gegen mehrere Medikamentenklassen ist die Therapiewahl deutlich eingeschränkt und der virologische Erfolg oft nur vorübergehend.

Das rasche Auftreten resistenter Varianten ist bedingt durch den hohen Turnover von HIV - täglich entstehen ca. 10 Milliarden neue Viruspartikel (Perelson 1996) - und die hohe Fehlerrate bei der Reversen Transkription des Virusgenoms. Auch ohne Behandlung entstehen durch die hohe Mutationsrate ständig neue Virusvarianten, die auch als Quasispezies bezeichnet werden. In Gegenwart von antiretroviralen Medikamenten werden zufällig aufgetretene resistente Quasispezies zur dominanten Variante selektiert (Drake 1993).

Die zwei etablierten Methoden, die Resistenz bzw. Sensitivität von HIV gegenüber antiretroviralen Substanzen zu messen, sind die genotypische und die phänotypische Resistenzbestimmung (Wilson 2003).

Für beide Verfahren gibt es kommerzielle Anbieter. Zu den genotypischen Testverfahren zählen z. B. HIV-1 TrueGene™ von Bayer Healthcare Diagnostics oder ViroSeq™ von Celera Diagnostics/Abbott Laboratories, die beide von der FDA zugelassen sind. Andere genotypische Resistenzverfahren wie z. B. Virco^®Type HIV-1 von Virco, GenoSure (Plus)™ von LabCorp oder GeneSeq™ von Monogram Biosciences (ehemals ViroLogic) sind in den Labors der jeweiligen Hersteller etabliert und finden meist in klinischen Studien Anwendung.

Beispiele für phänotypische Resistenztests sind Antivirogram^® von Virco, PhenoSense™ von Monogram Biosciences und Phenoscript™ von Viralliance.

Nachteile der Phänotypisierung sind der zeitliche Aufwand und die hohen Kosten des Verfahrens. Während die Gesamtkosten der genotypischen Resistenzbestimmung je nach Testverfahren und Labor zwischen 300 und 500 Euro liegen, ist der Preis für die Phänotypisierung ungefähr doppelt so hoch.

Das Problem beider Methoden ist, dass eine Mindestmenge an Viren vorhanden sein muss: bei einer Viruslast von weniger als 500-1000 Kopien/ml können Resistenzen häufig nicht nachgewiesen werden.

Bei einem phänotypischen Resistenztest wird die Empfindlichkeit gegenüber Medikamenten direkt quantifiziert. Die virale Replikationsfähigkeit in der Zellkultur wird unter dem Selektionsdruck der antiretroviralen Substanzen - in steigenden Konzentrationen - gemessen und mit der des Wildtyp-Virus verglichen.

Die Medikamentenkonzentration, die benötigt wird, um die Replikation eines Virusisolats in der Zellkultur um 50 % zu hemmen, wird IC₅₀ (50 % inhibitory concentration) genannt. Die Empfindlichkeit eines Virusisolats auf ein bestimmtes Medikament wird als Quotient aus gemessener IC₅₀ und IC₅₀ eines Wildtyp-Referenzvirus angegeben.

Zur Interpretation des Ergebnisses wird dieser Quotient - auch Resistenzfaktor oder "Fold change" genannt - mit einem so genannten Cut-off Wert verglichen. Dieser gibt idealerweise an, bis zu welchem Faktor die IC₅₀ des HIV-Isolats im Vergleich zum Wildtyp-Virus erhöht sein kann, ohne dass ein klinisch relevanter Wirkverlust stattfindet.

Man unterscheidet drei Cut-off-Werte.

Der technische Cut-off ist ein Maß für die messtechnische Variationsbreite.

Der biologische Cut-off ist ein Maß für die natürliche Variationsbreite der Empfindlichkeit der Wildtyp-Virusisolate.

Der klinische Cut-off gibt an, bis zu welcher IC₅₀-Erhöhung ("Fold Change") noch mit einem virologischen Erfolg zu rechnen ist. Sowohl der VircoType- als auch der PhenoSense-Befund geben einen oberen und einen unteren Cut-off an. Am unteren Cut-off ist das virologische Ansprechen bereits leicht vermindert, ab dem oberen Cut-off ist kein oder nur ein geringes virologisches Ansprechen zu erwarten.

Mit den genotypischen Verfahren werden Resistenz-assoziierte Mutationen analysiert. Die Mutationen werden über die direkte Sequenzierung des amplifizierten HIV-Genoms oder durch spezifische Hybridisierungsverfahren mit Wildtyp- bzw. mutanten Oligonukleotiden nachgewiesen. Neben der Sequenzierung der pol-Region, die für die viralen Enzyme Protease und Reverse Transkriptase codiert, wird von einigen Herstellern auch die Sequenzierung der env-Region angeboten, die für das Hüllprotein gp41 codiert. Die Genotypisierung erfasst in der Regel nur Virusstämme, die einen Anteil von mindestens 20 bis 30 % an der Gesamtpopulation ausmachen.

Basis für die Interpretation genotypischer Resistenzmuster ist die Korrelation zwischen Genotyp, Phänotyp und klinischem Ansprechen. Entsprechende Daten kommen aus In-vitro-Selektionsstudien, aus klinischen Beobachtungen oder aus zahlreichen Doppelmessungen, bei denen Mutationen auf ihre phänotypische Resistenz untersucht wurden.

Häufig basieren genotypische Interpretationssysteme auf Regeln, die von Experten aus Literaturdaten abgeleitet und ein- bis zweimal im Jahr überarbeit werden (z. B. HIV-GRADE).

Im Gegensatz zu den von Expertenteams erstellten, wissensbasierten Regelsystemen hat man sich bei den datenbasierten Interpretationssystemen geno2pheno oder vircoType dem Problem mathematisch genähert - mit dem Ziel, aus einer genetischen Information den Phänotyp bzw. das virologische Ansprechen vorhersagen zu können. Bei diesem "virtuellen Phänotyp" wird dem individuellen genotypischen Resistenzmuster ein Phänotyp zugeordnet, ohne dass eine Phänotypisierung im Labor durchgeführt wurde. Grundlage hierfür sind Datenbanken mit den Ergebnissen paarweise durchgeführter Geno- und Phänotypisierungen.

Das Resistenzinterpretationssystem geno2pheno basiert auf der Verwendung maschinell lernender Techniken, wie z. B. Support-Vektormaschinen (Beerenwinkel 2003). Das System lernt aus den gekoppelten Geno- und Phänotypen, erkennt Gesetzmäßigkeiten und kann so den (virtuellen) Phänotyp zu gegebenem Resistenzmuster ableiten.

Grundlage der vircoType-Interpretation ist ein multiples, lineares Regressionsmodell, das auf einen Datensatz von mittlerweile über 45.000 Genotyp/Phänotyp-Paaren angewendet wird: Für jedes Medikament wird die IC₅₀-Erhöhung bzw. der Fold change-Wert als Funktion der möglichen Mutationen und Mutationspaare dargestellt. Durch die Berücksichtigung von Mutationspaaren werden Interaktionen zwischen den einzelnen Mutationen in die Resistenzbeurteilung einbezogen. Die Regressionsanalyse ordnet den jeweiligen Mutationen bzw. Mutationspaaren medikamentenspezifische Gewichtungsfaktoren zu. Synergistische Effekte, die durch das gleichzeitige Auftreten zweier Mutationen entstehen, werden durch einen positiven Gewichtungsfaktor, antagonistische oder re-sensitivierende Effekte durch einen negativen Gewichtungsfaktor abgebildet.

Einige der wichtigsten Resistenzdatenbanken bzw. Interpretationssysteme sind unter den folgenden Internetadressen frei verfügbar:

Die kommerziellen Anbieter von Resistenztests haben meist Interpretationsrichtlinien in ihre Systeme integriert (z. B. virco^®Type HIV-1 von Virco oder GuideLines^© (TruGene™) von Bayer HealthCare Diagnostics).

NRTIs sind so genannte Prodrugs und werden erst als Triphosphate wirksam. Bei den Nukleotidanaloga sind im Gegensatz zu den Nukleosidanaloga nur zwei statt drei Phosphorylierungsschritte nötig. Phosphorylierte NRTIs verhalten sich kompetitiv zu den natürlichen dNTPs (Desoxynukleotid-Triphosphate). Der Einbau eines phosphorylierten NRTIs in die provirale DNA hemmt die weitere Synthese proviraler DNA durch das RT-Enzym, blockiert somit die Verlängerung der proviralen DNA und führt zum Kettenabbruch.

Im Wesentlichen unterscheidet man zwei biochemische Mechanismen, die eine NRTI-Resistenz hervorrufen (De Mendoza 2002).

Die sterische Inhibition wird durch Mutationen vermittelt, die es dem RT-Enzym ermöglichen, strukturelle Unterschiede zwischen NRTIs und dNTPs zu erkennen. Der Einbau von NRTIs wird zugunsten der dNTPs verhindert, so zum Beispiel bei den Mutationen M184V, Q151M, L74V und K65R (Naeger 2001, Clavel 2004).

Bei der ATP (Adenosin-Triphosphat)- oder Pyrophosphat-vermittelten Phosphorylyse werden bereits eingebaute NRTIs aus der wachsenden DNA-Kette wieder freigesetzt. Dies ist der Fall bei den Thymidinanaloga-Mutationen M41L, D67N, K70R, L210W, T215Y und K219Q (Meyer 2000). Die Phosphorylyse verursacht Kreuzresistenzen zwischen den NRTIs, die jedoch unterschiedlich stark ausgeprägt sind (AZT, D4T > ABC > DDI > 3TC). K65R wirkt der Exzision der bereits eingebauten NRTIs entgegen. Das Gleichgewicht aus den beiden Mechanismen - reduzierter Einbau der NRTIs durch K65R einerseits und Hemmung der Exzision der NRTIs durch K65R andererseits - führt bei den meisten NRTIs zu einer verminderten Empfindlichkeit, bei AZT zu einer erhöhten Empfindlichkeit (White 2005).

NNRTIs hemmen ebenfalls das virale Enzym Reverse Transkriptase, unterscheiden sich chemisch gesehen jedoch von den Nukleosidanaloga. NNRTIs sind kleine Moleküle, die sich an eine Stelle der RT anlagern, die mit deren katalytischem Zentrum assoziiert ist. Mutationen an der NNRTI-Bindungsstelle der RT verringern die Affinität von RT und NNRTI und führen zu einem NNRTI-Wirkverlust.

PIs verhindern die Spaltung des viralen gag-pol-Vorläuferproteins durch das Enzym HIV-Protease. Dadurch werden Viruspartikel produziert, die nicht infektiös sind. Eine PI-Resistenz entwickelt sich in der Regel langsam, da mehrere Mutationen akkumuliert werden müssen. Man spricht hier auch von der genetischen Barriere. Es werden Haupt- und Nebenmutationen unterschieden, die jedoch nur eine grobe Einstufung der Resistenzlage erlauben.

Hauptmutationen (in der Literatur "major mutations" genannt) sind für das Auftreten der phänotypischen Resistenz verantwortlich. Zu den Hauptmutationen zählen 1. die Mutationen, die unter dem Selektionsdruck eines Medikaments als erste auftreten und 2. die Mutationen, die sich im aktiven Zentrum der HIV-Protease befinden und die Bindungsfähigkeit des PIs an dieses Enzym reduzieren (häufig auch als primäre Mutationen bezeichnet). Teilweise führen diese Mutationen auch zu einem Aktivitätsverlust der Protease.

Nebenmutationen (in der Literatur "minor mutations" genannt), häufig auch als sekundäre Mutationen bezeichnet) liegen außerhalb des aktiven Zentrums und treten in der Regel erst nach den Hauptmutationen auf. Insbesondere in HIV-1 non-B-Subtypen können sie aber bereits als Polymorphismen vorliegen. In bestimmten Fällen können sie den durch die Hauptmutationen bedingten Verlust an viraler Fitness kompensieren (Nijhuis 1999, Johnson 2006).

Tabelle 1. Haupt- und Nebenmutationen der Protease

(HIV Drug Resistance Database, Sequence Analyses Program, version 4.2.5, 2006-12-04; http://hivdb.stanford.edu/pages /asi/releaseNotes/updates.html)

Entryinhibitoren: Anders als die NRTIs, NNRTIs und PIs, die die Vermehrung von HIV in der infizierten Zelle hemmen, verhindern Entryinhibitoren, dass das Virus in die Zielzelle eindringen kann (siehe auch Kapitel HAART). Damit HIV in die Zielzelle gelangen kann, bindet HIV mit seinem Oberflächenprotein gp120 an den CD4-ezeptor und den CCR5- bzw. CXCR4-Korezeptor der Zielzelle. Durch Interaktion der beiden Heptad Repeat Regionen HR1 und HR2 des viralen Transmembranproteins gp41 erfolgt eine Konformationsänderung in gp41, was schliesslich zum Verschmelzen der viralen Membran und der Zellmembran führt. Der Fusionsinhibitor T-20 (Enfuvirtid) ist ein synthetisches Peptid, das der C-terminalen HR2-Domäne von gp41 entspricht und kompetitiv zu HR2 mit HR1 interagiert. Dadurch wird die nötige Konformationsänderung in gp41 und so die Fusion von HIV mit der Zelle verhindert. Bereits ein einzelner Aminosäure-Austausch in HR1 kann die Wirksamkeit von T-20 deutlich einschränken.

Die Prävalenz der bereits vor Therapiebeginn vorhandenen Resistenzmutationen variiert regional erheblich. Hohe Prävalenzen von über 20 % wurden vorübergehend in großen US-Städten mit einer großen homosexuellen Population und mit langjährigem Zugang zu antiretroviraler Therapie beobachtet. Auch in Spanien wurden Ende der 90er Jahre ähnlich hohe Transmissionsraten berichtet. (Grant 2003, Truong 2006, Wensing 2003, De Mendoza 2003+2005a).

In der deutschen Serokonverterstudie des Robert Koch-Instituts wurde in den Jahren 1996 bis 2005 bei 14 % der Fälle die Transmission von (partiell) resistenten HIV-Viren beobachtet (Kuecherer 2006). Bei chronisch infizierten Patienten lag im Zeitraum 2001-2004 der Primärresistenzanteil bei 11 % (RESINA-Studie, Oette 2006).

In der europäischen CATCH-Studie, einer Sub- bzw. Vorläuferstudie von SPREAD (s. u.) lag die Primärresistenz-Prävalenz bei insgesamt 2.208 neu diagnostizierten HIV-Infektionen der Jahre 1996-2002 bei 10,4 % (Wensing 2005). Während der Anteil der NRTI-Resistenzen über die Jahre sank, nahmen NNRTI-Resistenzen zu. PI-Resistenzen blieben relativ konstant. Primärresistenzen wurden vor allem bei Infektionen mit dem Subtyp B (70 % aller Neu-Diagnosen) beobachtet. Allerdings stieg auch Anteil mit Primärresistenz bei den non-B-Subtypen.

Jüngere, europaweite Prävalenzdaten aus den Jahren 2002/2003 kommen aus dem SPREAD-Programm (Strategy to Control Spread of HIV Drug Resistance). SPREAD hat sich das Monitoring von Primärresistenzen bei Neu-Infizierten bzw. ART-naiven HIV-Patienten und deren klinische Implikationen zum Ziel gesetzt. 9,1 % der 1.050 neu diagnostizierten HIV-Patienten hatten sich mit einem Virus infiziert, das bereits Resistenzmutationen trug (Wensing 2006). Weniger als 1 % der Patienten hatte sich mit einem Virus angesteckt, das Resistenzen gegen zwei Medikamentenklassen trug.

Tabelle 2. Resistenzprävalenz vor Therapiebeginn (Auswahl)

Es ist davon auszugehen, dass eine Transmission von resistenten Virusvarianten nicht immer nachgewiesen werden kann. Viruspopulationen, die weniger als 20-30 % der Geamtviruspopulation ausmachen, so genannte Minoritäten, werden von den herkömmlichen Sequenzierungsverfahren in der Regel nicht detektiert.

Virusisolate von 49 Serokonvertern wurden auf die Mutationen L90M, K103N und M184V untersucht. Bei 10 von 49 Patienten wurden diese Mutanten mittels Real-Time PCR und unter Verwendung der entsprechend spezifischen Oligonukleotide detektiert. Bei 5 von 10 Patienten konnten diese Mutationen mit der direkten Sequenzierungstechnik nicht nachgewiesen werden (Metzner 2005).

Übertragene Primärresistenzen persistieren über lange Zeit (Pao 2004). In einer spanischen Serokonverterstudie wurden 10 Patienten mit Primärresistenzmutationen wie T215Y, T215N/S/C, M41L, L74V, V82S/A, L90M und I54V im Median 41 Monate beobachtet. In nur drei von 10 Fällen kam es zur (partiellen) Rückmutation (von T215Y). Zweimal entstanden aus T215Y revertante Formen (T215S), und im dritten Fall wurde nach 7 Jahren das Wildtyp-Virus nachgewiesen (De Mendoza 2005b). In einer eigenen Beobachtung persistierten übertragene Resistenzmutationen über 4 Jahre (siehe Tabelle 3).

Tabelle 3. Persistierende Resistenzmutationen bei einem Patienten, der sich mit einem multiresistenten Virus infizierte (letzter negativer HIV-Test 1997, HIV-Erstdiagnose 06/2000).

Primär übertragene Resistenzmutationen können die Therapieoptionen einschränken und das virologische Ansprechen mindern (Harzic 2002, Little 2002, Riva 2002, Hanna 2001). Wird jedoch die Resistenzlage berücksichtigt, ist ein primärer Therapieerfolg häufig möglich (Oette 2006).

Anfang 2005 erregte ein New Yorker Patient großes Aufsehen. Er hatte sich mit einem multiresistenten Virus mit 7 NRTI-, 2 NNRTI- und 12 PI-Mutationen angesteckt. Nach 4 bis 20 Monaten (der genaue Zeitpunkt der Infektion ist nicht bekannt) hatte der Patient nur noch 80 CD4-Zellen/µl. Die Replikationskapazität des resistenten Virus war mit der eines Wildtyp-Virus vergleichbar. Nur zwei Medikamente, T-20 und Efavirenz, waren laut Resistenztest noch wirksam. Obgleich die Übertragung multiresistenter Viren zusammen mit einer raschen klinischen Progression ein bisher sehr seltenes Ereignis ist, werden mit diesem Beispiel die möglichen klinischen Konsequenzen von Primärresistenzen deutlich (Markowitz 2005).

Die klinische Relevanz der Resistenzbestimmung vor Therapieumstellung wurde in einigen prospektiven, kontrollierten Studien belegt. Dies gilt sowohl für die genotypische Resistenztestung (VIRADAPT-, CPCRA 046- und Havana-Studie; Durant 1999, Baxter 2000, Tural 2002) als auch für die phänotypische Resistenztestung (Studie VIRA 3001; Cohen 2002). Patienten, deren Ärzte vor der Umstellung Informationen über Resistenzen erhielten, erzielten deutlichere Viruslastsenkungen als Patienten, deren Therapie ohne Kenntnis der Resistenzlage geändert wurde. Seit diesen Studien sind sowohl neue NRTIs, als auch neue NNRTIs und PIs mit unterschiedlichen Resistenzprofilen entwickelt worden. Die Optionen bei Therapieversagen sind mehr geworden. Damit hat auch die klinische Relevanz der Resistenzbestimmung zugenommen. Wie sich die Relevanz der Resistenztestung nach Einführung neuer Substanzklassen wie z.B. der Integrasehemmer oder CCR5-Inhibitoren entwickelt, bleibt abzuwarten.

Zu den Thymidinanaloga-Mutationen, meist nur "TAMs" genannt, zählen die Mutationen M41L, D67N, K70R, L210W, T215Y und K219Q, die zunächst unter AZT beschrieben wurden (Larder 1989), die aber auch durch D4T selektiert werden können (Loveday 1999). Das Vorhandensein von drei oder mehr TAMs - vor allem die Mutation T215Y/F - ist auch mit einem relevanten Sensitivitätsverlust gegenüber D4T verbunden (Calvez 2002, Lafeuillade 2003). Statt TAMs wird häufig auch der Begriff der "NAMs" (Nukleosidanaloga-Mutationen) verwendet, da diese Mutationen auch mit einer Kreuzresistenz gegenüber allen anderen Nukleosidanaloga - ausgenommen 3TC und FTC - verbunden sind.

Isolierte Virusmutanten von Patienten mit Therapieversagen unter AZT, 3TC oder ABC haben in der Regel auch eine messbare phänotypische Resistenz. Zwei TAMs resultieren in einer 5,5-fach, drei in einer 29-fach und vier oder mehr TAMs in einer >100-fach verminderten Empfindlichkeit gegenüber AZT.

Der Einsatz von ABC ist bei einer mehr als 7-fach verminderten Empfindlichkeit nicht mehr Erfolg versprechend. In der Regel sind dafür mindestens 3 TAMs sowie die Mutation M184V nötig (Harrigan 2000). Noch prädiktiver für das Ansprechen auf Abacavir scheint ein im Rahmen der Narval-Studie (ANRS 088) entwickelter Score zu sein, der besagt, dass bei mindestens fünf Mutationen aus M41L, D67N, L74V, M184V, L210W, T215Y/F das virologische Ansprechen auf Abacavir deutlich abnimmt (Brun-Vézinet 2003).

Das virologisches Ansprechen auf DDI ist abhängig von der Anzahl und Art der TAMs. Insbesondere die Mutationen T215Y/F, M41L und L210W - bedingt auch D67N und K219Q - waren in der Jaguar-Studie mit einem DDI-Wirkverlust assoziiert. Der virologische Erfolg war jedoch unabhängig von den Mutationen M184V und K70R (Marcelin 2005).

Klinische Daten sprechen dafür, dass Tenofovir bei TAMs wie D67, K70R, T215Y/F oder K219Q/E wirksam ist. Falls jedoch bei drei oder mehr TAMs auch M41L oder L210W dabei sind, ist das virologische Ansprechen schlechter (Antoniou 2003).

Die 3TC-assoziierte Mutation M184V wie auch die unter DDI-Therapie beobachtete Mutation L74V oder die NNRTI-spezifischen Mutationen L100I und Y181C können einen antagonistischen Effekt auf die Resistenzentwicklung gegenüber NRTIs ausüben (Vandamme 1999).

M184V bewirkt für AZT eine Resensitivierung bzw. eine Herabsetzung der IC₅₀ um 50-60 % und für D4T eine IC₅₀-Minderung um ca. 30 %. Diese Resensitivierung ist klinisch relevant, sofern nicht mehr als drei AZT- bzw. D4T-assoziierte Mutationen vorhanden sind (Shafer 1995, Underwood 2005). Die Phänotypisierung von 9.000 Proben zeigte in 79 % der Fälle eine mehr als 10-fache AZT-Resistenz, falls M41L, L210W und T215Y nachgewiesen wurden. War jedoch zusätzlich M184V vorhanden, wiesen nur noch 52 % eine mehr als 10-fache AZT-Resistenz auf (Larder 1999). M184V erhöht auch die Empfindlichkeit gegenüber Tenofovir (Miller 2001, Miller 2004a).

Im Gegensatz dazu kann M184V zusammen mit multiplen TAMs bzw. Mutationen an den Positionen 65, 74 oder 115 die Resistenz gegenüber ABC verstärken (Harrigan 2000, Shafer 2003).

Eine so genannte Multi-Drug-Resistenz (MDR) gegenüber allen Nukleosid-Analoga - mit Ausnahme von 3TC - liegt vor, falls eine der folgenden Kombinationen vorkommt: T69SSX, d. h. die Mutation T69S plus einer Insertion von zwei Aminosäuren (SS, SG oder SA) zwischen Position 69 und 70, plus eine AZT-assoziierte Mutation oder aber Q151M plus eine weitere MDR-Mutation wie V75I, F77L oder F116Y (Masquelier 2001).

Die MDR-Mutation Q151M allein bewirkt eine intermediäre Resistenz gegenüber AZT, D4T, DDI und ABC. Sie kommt mit einer Prävalenz von unter 5 % relativ selten vor. Gegenüber TDF führt Q151M nur zu einem geringgradigen Aktivitätsverlust. In Kombination mit Mutationen an den Positionen 75, 77, und 116 entstehen eine hochgradige Resistenz gegenüber AZT, DDI, D4T und ABC und eine intermediäre Resistenz gegenüber TDF (Shafer 2003).

Die Insertion T69SSX hat eine ca. 20-fache Resistenz gegenüber TDF zur Folge (Miller 2001, Miller 2004a).

Die Insertion T69SSX oder die Mutation Q151M führen jeweils zusammen mit der Mutation M184V zu einer um ca. 70 % verminderten viralen Replikationskapazität (Miller 2003).

Die Mutation L74V tritt unter DDI oder ABC auf und bewirkt eine 2 bis 5-fache DDI-Resistenz (Winters 1997). Der Wirksamkeitsverlust gegenüber ABC um den Faktor 2-3 wird als klinisch nicht relevant betrachtet und erfordert zusätzliche Mutationen (Tisdale 1997, Brun-Vézinet 2003).

L74V/I mit oder ohne M184V führt für AZT und TDF zu einer Herabsetzung der IC₅₀ um ca. 70 %; entsprechend ist die phänotypische Empfindlichkeit um ca. den Faktor 3 erhöht (Underwood 2005).

K65R erhöht die Sensitivität gegenüber AZT bzw. bewirkt eine Resensitivierung gegenüber AZT, falls bereits (wenige) TAMs vorhanden sind. K65R führt bei AZT zu einer erhöhten Suszeptibilität um den Faktor 2, zusammen mit M184V/I um den Faktor 2,5 (White 2005, Underwood 2005). Umgekehrt reduzieren TAMs die K65R-assoziierte Resistenz gegen TDF, ABC und DDI (Parikh 2004).

Wie die Mutation M184V führt auch die Mutation K65R zu einem Verlust an viraler Replikationskapazität (RC). K65R und M184V vermindern die RC signifikant; dies konnte weder für TAMs noch für L74V/I gezeigt werden. Die mediane Replikationskapazität für Viren mit M184V/I (n=792), K65R (n=72) oder L74V/I (n=15) allein lag bei 68 % (P<0.0001), 72 % (p<0.0001) und 88 % (p=0.16). Mit Ausnahme von M184V änderten NAMs die mediane RC von Viren mit K65R oder L74V/I im Vergleich zur Einzelmutation nicht (McColl 2005). Bei gleichzeitigem Vorhandensein von K65R und M184V lag die RC bei nur 29 % (Miller 2003).

Die mit einer ca. 5-fachen Resistenz gegenüber D4T und DDI assoziierte Mutation V75T kommt in der klinischen Realität selten vor (Lacey 1994).

Quantitative Empfindlichkeitsmessungen an großen Patientenkohorten zeigten, dass bei NRTI-vorbehandelten Patienten in bis zu 29 % eine Hypersensitivität gegenüber NNRTIs (im Sinne einer Erniedrigung der inhibitorischen Konzentration um den Faktor 0,3-0,6) besteht. Eine reduzierte AZT- bzw. 3TC-Empfindlichkeit korrelierte invers mit einer erhöhten NNRTI-Suszeptibilität. Shulman et al. haben aus 444 Virusisolaten von NRTI-vorbehandelten Patienten jeweils den Geno- und den Phänotyp bestimmt. Insbesondere die RT-Mutationen T215Y, H208Y und V118I waren prädiktiv für eine EFV-Hypersensitivität. Eine weitere Datenbank-Analyse mit einigen Tausend paarweise gemessenen Geno- und Phänotypen zeigte eine NNRTI-Hypersuszeptibilität sowohl für TAMs als auch für nicht-Thymidinanaloga-assoziierte NAMs. Eine Hypersuszeptibilität gegenüber EFV lag gleichermaßen für 1-2 TAMs, multiplen TAMs+M184V und nicht-Thymidinanaloga-assoziierten NAMs wie K65R, T69X, M184V und insbesondere K65R+M184V vor (Whitcomb 2002, Shulman 2004, Coakley 2005a). Bislang haben diese Ergebnisse jedoch nicht zu neuen Therapiestrategien geführt.

Bei den NNRTI lassen sich zwei Mutationsprofile unterscheiden: K103N, V106M, und Y188L sowie L100I, V106A, Y181C/I, G190S/A und M230L. Eine einzige Mutation kann jedoch bereits in einer hochgradigen Resistenz gegenüber einem oder mehreren NNRTIs resultieren. Bei den Mutationen K103N oder Y188L ist der weitere Einsatz von Erstgenerations-NNRTI nicht empfohlen (Antinori 2002).

Die relativ häufig auftretende Mutation K103N bewirkt eine 20-50-fache Resistenz gegen alle derzeit verfügbaren NNRTIs (Petropolus 2000).

V106A führt zu einer über 30-fachen Nevirapin-Resistenz. Im Gegensatz zu Subtyp B-Viren entsteht bei Subtyp C-Viren jedoch häufiger die Mutation V106M. Sie ruft nicht nur eine Nevirapin-Resistenz, sondern auch eine Efavirenz-Resistenz hervor (Grossman 2004).

Durch die Mutationen A98G/S (häufiger bei Subtyp C), K101E und V108 entsteht eine niedriggradige Resistenz gegenüber allen verfügbaren NNRTIs. Eine intermediäre Efavirenz- und Delavirdin-Resistenz und eine geringgradige Nevirapin-Resistenz entstehen durch die Mutation L101I. Y181C/I bewirkt eine 30-fache Nevirapin-Resistenz, und auch der Therapieerfolg von Efavirenz scheint nur vorübergehend zu sein. G190A ist mit einer hochgradigen Nevirapin-Resistenz sowie einer intermediären Efavirenz- bzw. Delavirdin-Resistenz verbunden. G190S und Y188C/L/H sind Mutationen, die eine hohe Nevirapin- und Efavirenz-Resistenz bewirken (Shafer 2003, De Mendoza 2002).

Das Spektrum relevanter PI-Mutationen ist sehr groß. Obwohl bei Akkumulation mehrerer PI-Mutationen eine moderate bis hohe Kreuzresistenz zwischen den Erstgenerations-PIs beschrieben ist, sind die primären Mutationen relativ spezifisch für die einzelnen Substanzen. Bei früher Umstellung auf eine andere PI-Kombination, d. h. vor Akkumulation mehrerer Mutationen, kann die Folgetherapie durchaus erfolgreich sein. Die meisten Daten zu den primären Mutationen stammen aus Zeiten, in denen die PIs noch ungeboostert gegeben wurden. In Therapiestudien zur Primärtherapie mit geboostertem Lopinavir, Fosamprenavir oder Saquinavir plus je zwei NRTIs sind bei virologischem Versagen bisher keine primären PI-Mutationen aufgetreten. Primäre Resistenzentwicklungen unter geboosterten PIs - selbst unter PI-Monotherapie - sind bislang Einzelfälle (Conradie 2004, Friend 2004, Lanier 2003, Coakley 2005b).

Nelfinavir: Resistenzprofile mit der primären Mutation D30N sowie weiteren sekundären Mutationen bewirken nur eine geringe Kreuzresistenz zu anderen PIs (Larder 1999). Ein Therapieversagen unter Nelfinavir kann aber auch mit dem Auftreten von L90M einhergehen (Craig 1999). Während bei Subtyp B-Viren unter Nelfinavir häufig zunächst D30N oder M46I plus N88S als erste Mutationen auftreten, sind das bei den Subtypen C, G und AE häufiger die Mutationen L90M und I84V. Ein Grund für diese unterschiedlichen Resistenzpfade liegt im Vorkommen der natürlichen Polymorphismen: Während der Polymorphismus M36I nur bei ca. 30 % der B-Subtypen vorkommt, kommt er bei 70 bis 100 % der non-B-Subtypen vor. Bei den Subtypen C bzw. G werden die Resistenzpfade insbesondere durch Mutationsmuster wie 82I/V + 63P + 36I/V bzw. 82I + 63P + 36I + 20I vorgegeben, beim Subtyp F durch 88S sowie 82A + 54V (Gonzales 2004, Grossman 2004b, Sugiura 2002, Snoeck 2006).

Verglichen mit dem Wildtyp ist die replikative Fitness von Viren mit D30N deutlich und bei L90M mäßig reduziert. Dieser Fitnessverlust wird bei L90M durch den häufig vorkommenden Polymorphismus L63P voll kompensiert, bei D30N dagegen nur in geringem Maße (Martinez 1999).

Saquinavir selektiert ungeboostert für G48V, einer Mutation, die die Empfindlichkeit um das 10-fache reduziert. Zusammen mit L90M kann ein hochgradiger Sensitivitätsverlust gegenüber Saquinavir entstehen (Jacobson 1995). Dennoch sind in der Regel mindestens 4 Mutationen aus L10I/R/V, G48V, I54V/L, A71V/T, V77A, V82A, I84V und L90M nötig, um die Wirkung von Ritonavir-geboostertem Saquinavir zu reduzieren (Valer 2002).

In einer retrospektiven Studie an 138 PI-erfahrenen Patienten mit geboostertem Saquinavir waren die am stärksten mit virologischem Versagen assoziierten Mutationen waren L10F/I/M/R/V, I15A/V, K20I/M/R/T, L24I, I62V, G73ST, 82A/F/S/T, I84V und L90M. Bei 3-4 Mutationen war das Therapieansprechen vermindert (Marcelin 2005).

Ungeboostertes Indinavir oder Ritonavir selektierten in erster Linie V82A(/T/F/S) als primäre Mutation, die in Kombination mit anderen Mutationen zu einer Kreuzresistenz zu den anderen PIs führte (Shafer 2003). Häufig unter Indinavir aufgetretene Virusmutanten mit M46I, L63P, V82T, I84V oder L10R, M46I, L63P, V82T, I84V sind genauso fit wie der Wildtyp.

Fos/Amprenavir: Unter versagender Therapie wurden insbesondere folgende, primäre Resistenzmutationen selektiert: I54L/M, I50V oder V32I plus I47V - jeweils häufig zusammen mit der Mutation M46I. Entsprechende Virusisolate zeigten in einer kleinen Untersuchung uneingeschränkte Suszeptibilität gegen Saquinavir und Lopinavir (Chapman 2004, Ross 2003).

Marcelin und Kollegen entwickelten im Rahmen einer kleinen Studie mit 49 PI-vorbehandelten Patienten, die auf geboostertes Amprenavir umgestellt wurden, einen Resistenz-Algorithmus, der auch Resistenzmutationen an Positionen 35, 41, 63 und 82 einbezog (Marcelin 2003, siehe Tabelle 5).

In der Zephir-Studie wurde an 121 Patienten das virologische Ansprechen auf eine Therapie mit geboostertem Fosamprenavir evaluiert. Bei weniger als drei Mutationen aus L10I/F/R/V, L33F, M36I, M46I/L, I54L/M/T/V, I62V, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V82A/F/S/T, I84V und L90M betrug der Viruslastabfall zu Woche 12 2,4 Logstufen im Vergleich zu nur -0,09 log bei 4 oder mehr Mutationen. Eine Viruslast <400 Kopien/ml hatten ≥80 % der Patienten mit ≤3 Mutationen, 35 - 45 % der Patienten mit 4-7 Mutationen und 10 % der Patienten mit ≥8 Mutationen (Pellegrin 2005).

In einer kleineren Untersuchung an 63 Patienten waren L10F/I/V, L33F, M46I/L, I47V, I54L/M/V/A/T/S, A71V, G73S/A/C/T, V82A/F/C/G und L90M mit vermindertem virologischem Ansprechen auf geboostertes Fosamprenavir assoziiert. Die relevantesten Mutationen waren I54L/M/V/A/T/S, V82A/F/C/G und L90M: Bei zwei Mutationen musste man mit reduziertem Ansprechen rechnen, bei drei Mutationen lag eine Resistenz vor. N88S/D war mit erhöhtem Ansprechen assoziiert (Masquelier 2006).

Lopinavir: Das Ansprechen korreliert bei PI-vorbehandelten Patienten negativ mit der Anzahl folgender Mutationen: L10F/I/R/V, K20M/R, L24I, M46I/L, F53L, I54L/T/V, L63P, A71I/L/T/V, V82A/F/T, I84V, L90M. Bei bis zu 5 Mutationen ist die IC₅₀ im Median um den Faktor 2,7 erhöht, bei 6-7 Mutationen um den Faktor 13,5 und bei mindestens 8 Mutationen um den Faktor 44 (Kempf 2001).

In Studien zu Lopinavir/r in der Primärtherapie traten bislang keine spezifischen PI-Mutationen auf. Mittlerweile wurden jedoch zwei Fälle bekannt, bei denen eine primäre Lopinavir-Resistenz beobachtet wurde. Im ersten Fall war das virologische Versagen mit dem vorübergehenden Auftreten der Mutation V82A, gefolgt von den Mutationen V32I, M46M/I und I47A, verbunden (Friend 2004). Die Empfindlichkeit gegenüber anderen PIs, insbesondere Saquinavir, blieb weitgehend erhalten (Parkin 2004). Im zweiten Fall kamen zu den präexistierenden Polymorphismen M36I, L63P und I93L die Mutationen I54V, V82A, gefolgt von L33F, hinzu (Conradie 2004).

Ein anderer Resistenzalgorithmus für Lopinavir/r bezieht 20 Mutationen an 12 verschiedenen Positionen ein (L10F/I, K20I/M, M46I, L, I50V, I54A/M/S/T/V, L63T, V82A/F/S sowie G16E, V32I, L33F, E34Q, K43T, I47V, G48M/V, Q58E, G73T, T74S, L89I/M). Bei 7 Mutationen kann von einer IC₅₀- Erhöhung um den Faktor 10 und damit von einer Resistenz gegenüber Lopinavir ausgegangen werden. Insbesondere Mutationen an den Positionen 50, 54 und 82 scheinen einen Einfluss auf die phänotypische Resistenzlage zu haben (Parkin 2003, Jimenez 2005).

Die In-vivo-Selektion von Lopinavir-Resistenz konnte durch die Follow-up-Analyse der Isolate von 54 PI-vorbehandelten Patienten mit versagender Lopinavir-Therapie beschrieben werden. Häufig traten die Mutationen an den Positionen 82, 54 und 46 auf. Seltener wurden Mutationen wie L33F, I50V oder V32I zusammen mit I47V/I selektiert. Neue Mutationen an den Positionen 84, 90 und 71 wurden nicht beobachtet (Mo 2005).

I47A, eine Mutation, die erst nach der Verfügbarkeit von Lopinavir beobachtet wurde, erniedrigt die Bindungsaffinität für Lopinavir und bewirkt einen 86 bis >110-fachen Sensitivitätsverlust. Dahingegen führt I47A aufgrund einer höheren Bindungsaffinität für Saquinavir zu einer Saquinavir-Hypersuszeptibilität (Kagan 2005).

Dass auch bei 5 bis 10 Resistenzmutationen, die eigentlich für eine komplette PI-Kreuzresistenz sprechen, eine Resensitivierung möglich ist, wurde von einer deutschen Arbeitsgruppe beschrieben. Die Mutation L76V, die in erster Linie durch eine Therapie mit Lopinavir selektiert wird und seltener auch unter Amprenavir entstehen kann, ist mit einer Resistenz gegen Lopinavir, Amprenavir und TMC114 (Darunavir) assoziiert, kann aber zu einer Resensitivierung gegenüber Atazanavir, Saquinavir oder Tipranavir führen (Müller 2004, De Meyer 2006b).

Atazanavir hat auch zumindest partiell ein eigenes Resistenzprofil. Bei therapienaiven Patienten unter versagender Atazanavir-Therapie entsteht primär meist die Mutation I50L - häufig in Kombination mit A71V, K45R, und/oder G73S. I50L führt zwar zu einem Sensitivitätsverlust gegenüber Atazanavir, erhöht jedoch die Empfindlichkeit gegenüber allen anderen bisher zugelassenen PIs, deren Bindingsaffinität für die HIV-Protease insbesondere bei I50L+A71V zwei- bis neunfach erhöht ist. Selbst in Gegenwart anderer primärer und sekundärer PI-Mutationen kann I50L die Suszeptibilität anderer PIs erhöhen (Colonno 2002, Colonno 2004a, Weinheimer 2005, Yanchunas 2005). Bei PI-Vorbehandelten entstand I50L jedoch nur bei einem Drittel der Patienten (Colonno 2004b).

Bei vorbestehenden PI-Mutationen muss mit einer partiellen Kreuzresistenz gegenüber Atazanavir gerechnet werden (Schnell 2003). Die Akkumulation von PI-Mutationen wie z. B. L10I/V/F, K20R/M/I, L24I, L33I/F/V, M36I/L/V, M46I/L, M48V, I54V/L, L63P, A71V/T/I, G73C/S/T/A, V82A/F/S/T, L90M und insbesondere I84V führen zu einem Sensitivitätsverlust. Im Expanded Access Programm mit ungeboostertem Atazanavir korrelierte die Anzahl dieser PI-Mutationen mit der Viruslaständerung im Verlauf. Bei ungeboostertem Atazanavir liegt die Resistenz-Schwelle bei mindestens 3-4, bei Ritonavir-geboostertem Atazanavir bei mindestens 6 Mutationen (Colonno 2004b, Gianotti 2005). Der von Pellegrin und Kollegen entwickelte "Reyaphar-Score" beinhaltet Mutationen an 12 Positionen, die mit reduziertem Ansprechen auf geboostertes Atazanavir assoziiert sind (L10I/F/R/V, K20I/M/R, L241, M461/L, 154L/M/T/V, Q58E, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V771, V82A/F/S/T, 184V und L90M). Bei <5 Reyaphar-Mutationen betrug die gemittelte Viruslastreduktion nach 12 Wochen 1,4 Logstufen, bei ≥5 Mutationen 0,5 Logstufen (Pellegrin 2006).

Ein weiterer Atazanavir-Resistenzscore enthält die Mutationen 10F/I/V, 16E, 33I/F/V, 46I/L, 60E, 84V, 85V und 90M. In einer Untersuchung an 63 Patienten nahm die Aktivität von geboostertem Atazanavir deutlich ab, falls drei oder mehr Mutationen vorhanden waren (Vora 2006).

Tipranavir ist der erste zugelassene nicht-peptidische Proteasehemmer. Er zeigt eine gute Wirksamkeit gegen Viren mit multiplen PI-Resistenzen. Selbst bei verminderter Empfindlichkeit auf Darunavir erwies sich noch ca. die Hälfte von 586 Virusisolaten als empfindlich auf Tipranavir (De Meyer 2006a).

Bei mindestens drei so genannten PRAMs (protease inhibitor-resistance associated mutations) - früher auch UPAMs (universal PI-associated mutations) genannt - muss mit einer verminderten Sensitivität gerechnet werden Zu den PRAMs zählen L33I/V/F, V82A/F/L/T, I84V und L90M. In einer Studie an Patienten mit mindestens 3 PRAMs lag die Viruslast-Absenkung unter geboostertem Tipranavir plus optimiertem Background dennoch nach 2 Wochen bei 1,2 Logstufen im Vergleich zu nur 0,2-0,4 Logstufen unter entsprechenden Regimen mit Amprenavir, Saquinavir oder Lopinavir (Cooper 2003, Johnson 2006, Mayers 2004).

In einer gepoolten Auswertung der Phase II-Studien mit PI-vorbehandelten Patienten wurden Proteasemutationen identifiziert, die mit einem verminderten Ansprechen auf Tipranavir in Verbindung standen. Es folgte eine Validierung anhand der Phase III-Studien. Daraus wurde der Tipranavir-Mutationsscore entwickelt, der 21 Proteasemutationen an 16 Positionen einbezog (I10V, I13V, K20M/R/V, L33F, E35G, M36I, N43T, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V). Regressionsanalysen ergaben, dass pro Scoreerhöhung um 1 die Ansprechrate um 0,16 Logstufen niedriger war. Bei 4 bis 7 Mutationen war die Ansprechrate moderat, bei 8 und mehr Mutationen musste mit einer Tipranavir-Resistenz gerechnet werden (Baxter 2006).

In in-vitro-Experimenten waren L33F und I84V die ersten Mutationen, die unter Tipranavir auftraten, allerdings gingen sie nur mit einer 2-fach erniedrigten Sensitivität einher. Am Ende der Selektionsexperimente wurden Viren mit 10 Mutationen (L10F, I13V, V32I, L33F, M36I, K45I, I54V, A71V, V82L, I84V) und einer um den Faktor 87 verminderten Suszeptibilität beobachtet (Doyon 2005). Ähnliche Resistenzmutationen wurden auch bei Tipranavir-vorbehandelten Patienten gefunden (L10F, I13V, K20M/R/V, L33F, E35G, M36I, K43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D, I84V) (Croom 2005).

Darunavir (früher TMC-114), ein weiterer nicht-peptidischer PI, besitzt eine gute Aktivität gegen ein großes Spektrum PI-resistenter Viren. In vitro entwickelt sich eine Resistenz gegen Darunavir langsamer als gegen Nelfinavir, Amprenavir oder Lopinavir. In vitro wurden nach mehreren Passagen mit R41T and K70E zwei Mutationen selektiert, die mit einem Replikationsverlust einhergingen. Ein Virus mit einem über 10-fachen Suszeptibilitätsverlust gegen Darunavir zeigte zwar auch gegenüber Saquinavir den entsprechenden Suszeptibilitätsverlust, nicht aber gegen andere PIs (Atazanavir wurde nicht untersucht). Das bedeutet, dass bei primärem Versagen nicht notwendigerweise von einer kompletten Kreuzresistenz gegen bisherige PIs ausgegangen werden muss (De Meyer 2003+2005).

Elf Baseline-Mutationen an 10 Positionen wurden mit einer verminderten Ansprechrate auf geboostertes Darunavir assoziiert: V11I, V32I, L33F, I47V, I50V/L, I54L/M, G73S, L76V, I84V und L89V. Bei drei oder mehr dieser Mutationen war die Ansprechrate reduziert. Die einzelnen Mutationen scheinen jedoch unterschiedliche Effekte auf die Darunavir-Empfindlichkeit zu haben. An erster Stelle steht I50V, gefolgt von I54M, L76V und I84V. Danach folgen V32I, L33F und I47V. Den geringsten Einfluss haben V11I, I54L, G73S und L89V. Diese vorläufige Gewichtung der Mutationen muss allerdings noch validiert werden.

Neue Mutationen, die bei Therapieversagen bisher auftraten, sind V32I, L33F, I47V, I54L und L89V. Die mediane IC₅₀-Erhöhung der Virusisolate für Darunavir lag bei 8,14. Tipranavir zeigte keine IC₅₀-Erhöhung, der mediane Fold change-Wert lag bei 0,82. Ca. 50 % der Virusisolate waren noch sensibel auf Tipranavir. Umgekehrt wurde bei über 50 % der Isolate mit verminderter Tipranavir-Empfindlichkeit noch eine gute Empfindlichkeit auf Darunavir beobachtet (De Meyer 2006a, De Meyer 2006b, Johnson 2006, Prezista US Product Information 2006).

Dieses Kapitel beschränkt sich auf bisher bekannte Resistenzmutationen unter T-20.

Das gp41-Gen weist sowohl Positionen mit sehr hoher Variabilität als auch sehr konservierte Bereiche auf. Es scheint keine charakteristischen Unterschiede zwischen B- und non-B-Subtypen zu geben. Polymorphismen wurden bisher in allen gp41-Regionen beobachtet. Die höchste Variabilität liegt in der HR2-Region. Primärresistenzen auf T-20 sind ein sehr seltenes Phänomen (Wiese 2005).

Ein Wirksamkeitsverlust von T-20 geht in der Regel mit Mutationen an der T-20-Bindungsstelle - der HR1 (Heptad Repeat 1)-Region von gp41 - einher. Insbesondere betroffen sind die HR1-Positionen 36 bis 45, am häufigsten darunter die Positionen 36, 38, 40, 42, 43 und 45 (wie z. B. G36D/E/S, 38A/M/E, Q40H/K/P/R/T, N42T/D/S, N43D/K, oder L45M/L). Der Grad an Resistenz, d. h. der Faktor, um den die Suszeptibilität abnimmt (der von unter 10 bis zu mehreren hundert reichen kann), hängt sowohl von der Position der Mutation und dem jeweiligen Aminosäureaustausch ab. Der Suszeptibilitätsverlust ist bei Doppelmutationen in der Regel höher als bei singulären Mutationen. Bei Doppelmutationen wie G36S+L44M, N42T+N43K, N42T+N43S oder Q40H+L45M wurde je ein >250-facher IC₅₀-Anstieg beobachtet. Daneben beeinflussen auch Mutationen in HR2 und Veränderungen in der Virushülle die Resistenzlage (Sista 2004, Mink 2005). So wurde z. B. in klinischen Virusisolaten mit der singulären HR1-Mutation G36D ein Suszeptibilitätsverlust zwischen 4- und 450-fach beobachtet. In dem Isolat mit 450-fachem Suszeptibilitätsverlust wurde auch an Position 126 auf HR2 eine heterozygote Veränderung beobachtet (N/K).

Weitere Mutationen auf dem gp41-Gen, das aus 351 Codons besteht, wurden auch an den Positionen 72, 90 und 113 gefunden (Sista 2004, Monachetti 2004, Loutfy 2004).

In einer kleinen Untersuchung an 17 Patienten mit virologischem Versagen entwickelten zusätzlich 6 Patienten (35 %) die Mutation S138A in der HR2-Region von gp41 - meist in Kombination mit einer Mutation an Position 43 auf HR1 und zusätzlichen Sequenzveränderungen an HR2-Positionen mit bekannten Polymorphismen (Xu 2004).

Ohne den Selektionsdruck durch T-20 ist die virale Replikationskapazität in Gegenwart von HR1-Mutationen im Vergleich zum Wildtyp deutlich reduziert, und zwar mit folgender Rangordnung: Wildtyp > N42T > V38A > N42T, N43K » N42T, N43S > V38A, N42D » V38A, N42T. Virale Fitness und T-20-Suszeptibilität sind invers miteinander korreliert (r=0.99, p<0.001) (Lu 2004).

TMC125 (Etravirin), ein Zweit-Generations-NNRTI ist aktiv sowohl gegen Wildtyp-Viren als auch gegen Viren mit einzelnen NNRTI-Mutationen wie L100I, K103N, Y188L und/oder G190A/S. In einer Untersuchung an 25 Virusisolaten mit je ein oder zwei NNRTI-assoziierten Mutationen war Etravirin bei 18 noch aktiv mit einer nur geringen EC₅₀-Erhöhung (weniger als 4-fach). Eine über 10-fache EC₅₀-Erhöhung wurde nur bei 3 der getesteten Viren beobachtet. Die Resistenzprofile waren in einem Fall die Mutationskombination L100I+K103N und in den zwei weiteren Fällen die Einzelmutationen Y181I bzw. F227C. Die Prävalenz dieser Resistenzen ist jedoch bisher gering und wird mit 3 % für L100I+K103N angegeben und mit ≤0,5% für Y181I bzw. F227C (Andries 2004). Im Gegensatz zu anderen NNRTIs hat Etravirine eine höhere genetische Barriere, wahrscheinlich aufgrund einer flexiblen Bindung an die Reverse Transkriptase. Eine hochgradige Resistenz wird erst bei multiplen Mutationen beobachtet. In einem Selektionsexperiment hatte die dominante Viruspopulation nach mehreren In-vitro-Passagen die RT-Mutationen V179F (eine neue Variante an dieser Position) und Y181C. Weitere Mutationen, die bisher in vitro selektioniert wurden, sind L100I, E138K, Y188H, G190E, M230L, M230L und V179I (Brillant 2004, Vingerhoets 2005).

In einer plazebokontrollierten Studie mit TMC125 war das virologische Ansprechen - adjustiert auf weitere NNRTI-Mutationen und die Verwendung von T-20 - mit oder ohne K103N vergleichbar. Die Mutation Y181C dagegen war mit vermindertem Ansprechen assoziiert (Vingerhoets 2006).

Bei Patienten mit dokumentierter NNRTI-Resistenz und mindestens drei primären PI-Mutationen nahm das virologische Ansprechen nach Umstellung auf TMC125 inklusive Backbone-Optimierung mit der Anzahl der NNRTI-Mutationen ab. Bei Patienten, bei denen zu Baseline keine NNRTI-Mutation nachgewiesen werden konnte, lag im 800 mg-Arm die mittlere Viruslastreduktion nach 48 Wochen bei 1,67 Logstufen. Bei einer, zwei oder mindestens 3 Mutationen betrugen die Viruslastabsenkungen 1,38, 0,90 bzw. 0,54 Logstufen (Cohen 2006).

Ein ähnlich günstiges Resistenzverhalten scheint auch TMC278 (Rilpivirin) zu haben (Goebel 2005, De Béthune 2005).

CCR5-Antagonisten. Unter versagender Therapie mit Maraviroc oder Vicriviroc wurden unterschiedliche Mutationen in der env-Region beschrieben. Zum Teil gingen diese Mutationen jedoch nicht mit einer IC₅₀-Erhöhung einher (Landovitz 2006). Die klinische Relevanz der einzelnen env-Mutationen kann derzeit noch nicht eingeordnet werden. In einigen Fällen wurde unter Therapie ein Shift von CCR5- zu CXCR4-tropen Viren beschrieben. Jedoch wurde in Einzelfällen auch unter Kontrolltherapie ein Shift beobachtet (Greaves 2006). Genotypische und phänotypische Messverfahren zur Wirksamkeit von CCR5-Antagonisten bedürfen noch der Weiterentwicklung.

Primärresistente Virusvarianten werden in Regionen mit Zugang zu antiretroviralen Medikamenten bei rund 10 % der therapienaiven HIV-infizierten Personen beobachtet. Resistenztests vor Einleitung der Primärtherapie führen zu signifikant besseren Ansprechraten. Bei Wildtyp-Viren ist die Entstehung neuer Virusmutanten die Hauptursache für virologisches Therapieversagen. Anhand von Resistenzbestimmungen können die Folgetherapien optimiert werden.

Pharmako-ökonomische Modellrechnungen zeigen, dass Resistenzbestimmungen sowohl bei vorbehandelten als auch bei therapienaiven Patienten kosteneffektiv sind (Sax 2005, Corzillius 2004, Weinstein 2001). Resistenztests werden bereits seit einigen Jahren von nationalen und internationalen Fachgesellschaften empfohlen. In Deutschland kann die Resistenztestung seit 2004 bei antiretroviral vorbehandelten Patienten mit ungenügender Virussuppression als Kassenleistung abgerechnet werden. Auch vor Einleitung einer Transmissionsprophylaxe bei Schwangeren und vor Beginn einer HAART bei neu infizierten Patienten, deren HIV-Infektion nicht länger als ein Jahr zurückliegt, ist die Resistenztestung erstattungsfähig.

Sowohl geno- als auch phänotypische Verfahren haben eine gute Intra- und Interassay-Reliabilität. Die Resistenzprofile und deren Interpretation werden zunehmend komplexer und erfordern eine ständige Aktualisierung der Algorithmen. Neue Substanzklassen wie CCR5-Antagonisten oder Integraseinhibitoren müssen in die Resistenzevaluation mit einbezogen werden. Die Festlegung der Schwellenwerte, die mit einer klinisch relevanten Medikamentenresistenz assoziiert sind, ist entscheidend für den effektiven Einsatz der (virtuellen) Phänotypisierung.

Abschließend sollte betont werden, dass die antiretrovirale Therapie - selbst unter Berücksichtigung gut interpretierbarer Resistenztests - nur von erfahrenen HIV-Behandlern im klinischen und auch psychosozialen Kontext des Patienten begonnen, pausiert oder umgestellt werden sollte.

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